1.3 统计学处理 计量资料采用配对t检验、单因素方差分析；计数资料采用χ2检验。
2 结果
2.1 树鼩肝癌发生情况
至实验第165周，实验组54只树鼩共有35只发生肝癌，发生率为64.8%。肝癌发生的时间最早为实验第88周，最晚为165周，平均时间为122周±23周；对照组12只树鼩无一发生肝癌。所有树鼩和人肝癌标本均经组织病理学证实。树鼩肝癌的病理组织学改变，见图1。
本研究选取实验组最终发生肝癌的动物在肝癌发生前的活检肝组织，即实验第45周的肝活检组织作为“癌前”组织；选取正常对照组的第45周和第120周活检肝组织分别作为癌前和肝癌组织的“正常同期对照”。
2.2 GSTA1 mRNA在树鼩肝癌和人肝癌组织中的表达
经RTPCR扩增，受测的树鼩和人肝组织标本均有目的基因GSTA1及看家基因GAPDH表达，见图2。应用BlASTN软件对所扩增的树鼩GSTA1的DNA片段序列进行同源性分析，结果显示树鼩该基因与人类相应基因的同源性为90%。
35例树鼩肝癌组织的GSTA1 mRNA表达水平明显低于相应癌旁及癌前组织（分别为P=0.013、P=0.003）；35例人肝癌组织中的GSTA1 mRNA表达水平也明显低于癌旁组织（P＜0.001），见表1。表1 GSTA1 mRNA在树鼩和人肝组织中的表达变化
2.3 GSTA1 蛋白在树鼩肝癌和人肝癌组织中的表达
GSTA1 蛋白分布于肝细胞浆和(或)胞核内，见图3、4。35例树鼩肝癌组织的GSTA1蛋白表达综合得分低于癌旁、癌前和正常对照动物的同期活检肝组织，其中与癌前组织的差别具有统计学显著性（P=0.015）；而癌前组织中该蛋白的表达水平明显高于正常对照动物的同期活检肝组织（P＜0.001）。在35例人肝癌组织中GSTA1蛋白阳性表达29例（82.86%），癌旁组织全部阳性表达（100%），两者差别显著(P=0.011)；人肝癌组织中的GSTA1蛋白表达水平的综合得分也明显低于癌旁组织(P＜0.001)，见表2。 表2 GSTA1蛋白在树鼩各期肝组织和人肝癌、 癌旁组织中的表达综合得分
3 讨论
黄曲霉毒素B1(AFB1)是已经明确的肝癌的重要致病因素之一[3]，它可以引发急性毒性反应致肝细胞死亡，也可以引起DNA突变、癌基因激活而最终导致肝癌发生。
谷胱甘肽S转移酶（GSTs）是一组广泛存在于生物界并参与体内生物转化Ⅱ相结合反应的同功酶系，主要功能是催化还原型谷胱甘肽（Glutathione, GSH）与亲电子底物结合或以非酶结合方式将体内各种潜在毒性的化学物质、染料、致癌物及亲脂性化合物从体内排出，以达到解毒的目的。研究发现小鼠体内低水平的GSTs和高水平的AFB1DNA加合物与肝细胞增生、肝癌形成有密切关系[4]。已知GSTs是由2329Kda的不同亚基构成的二聚体，每一类GSTs同工酶中组成的亚基种类很多，因此编码GSTs同工酶的基因是一个巨大的超基因家族，目前的研究发现GSTs至少分为包括αGST、μGST、πGST在内的七大类[5]。
GSTA1为编码αGSTs的基因之一，在正常肝脏和肾脏组织中高表达。由GSTA1编码的同源二聚体蛋白—GSTA11在人类血浆和肝组织中的含量约占总αGSTs含量的一半。目前关于GSTs在肝癌方面的报道主要集中在μGST、πGST多态性与肝癌易感性的关系等方面[6]，而关于αGSTs 尤其是GSTA1在肝癌中的表达等相关报道甚少。GSTs与肝癌发生发展的关系及作用至今尚未得以阐明。
Rozen等[7]的体外实验表明，在HepG2细胞株中GSTA1 mRNA表达水平明显低于人正常肝细胞。本实验发现，GSTA1 mRNA在AFB1诱发的树鼩肝癌组织中与相应癌旁及癌前组织相比表达下调。GSTA1蛋白在树鼩肝癌中表达综合得分低于癌旁、癌前及正常对照动物的同期活检肝组织。癌前组织中该蛋白水平明显高于正常对照动物的同期活检肝组织和肝癌组织，这可能由于树鼩受到一定时间AFB1作用后，肝细胞内GSTA1水平反应性增高以清除AFB1而致。但由于长期大量的AFB1刺激，肝细胞受损甚至恶变，无法正常生成GSTA1，故在肝癌组织中表达下降。此外，本实验人肝癌中GSTA1 mRNA和蛋白的表达情况与树鼩肝癌的表达情况相似，均明显低于相应的癌旁组织，且蛋白阳性表达率也明显低于癌旁组织。这些结果提示在肝癌形成早期阶段GSTA1可能因为致癌因子的作用而表达上调，但随着肝细胞的损伤和恶变，GSTA1表达水平逐渐下降甚至表达缺失。因此推测GSTA1在肝脏中的表达变化可能主要与化学致癌因子（如AFB1）刺激肝细胞的时间、强度及引起相应肝细胞的损伤程度有关，并由此影响肝癌的发生和发展。本研究结果还表明，在mRNA水平和蛋白质水平动态观察相关基因在肝癌形成过程中的表达变化有助于了解肝癌发生发展的分子机制。
【参考文献】
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[2]Sinicrope FA, Ruan SB, Cleary KR, et al.Bcl2 and p53 oncoproteins expression during colorectal tumorigenesis [J]. Cancer Res, 1995, 55(2): 237241.
[3]McGlymm KA, Hunter K, LeVoger T, et al. Susceptibility to aflatoxin B1related primary hepatocellular carcinoma in mice and humans [J]. Cancer Res, 2003, 63(15): 45944601.
[4]Shupe T, Sell S. Low hepatic glutathione Stransferase and increased hepatic DNA adduction contribute to increased tumorigenicity of aflatoxin B1 in newborn and partially hepatectomized mice [J]. Toxicol Lett, 2004, 148(12): 19.
[5]Whale R, Boyer T. Human glutathione Stransferase [J]. Semin Liver Dis, 1998, 18(4): 345358.
[6]Sun CA, Wang LY, Chen CJ, et al. Genetic polymorphisms of glutathione Stransferases M1 and T1 associated with susceptibility to aflatoxinrelated hepatocarcinogenesis among chronic hepatitis B carriers: a nested casecontrol study in Taiwan. [J]. Carcinognesis, 2001, 22(8): 12891294.
[7]Rozen F, Nguyen T, Pickett CB. Isolation and characterization of a human glutathione Stransferase Ha1 subunit gene [J]. Arch Biochem Biophys, 1992, 292(2): 589593.
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